组织切片时组织很硬或切成粉末状，一般认为是脱水、透明时间过长，温度过高引起。

笔者认为，组织脱水、透明时间过长能引起组织发脆这个观点值得商榷，在常温下，只要组织固定充分，组织在各道乙醇内浸泡数日也不会发脆，而常规脱水处理总共几个小时的脱水时间更加不会造成组织发脆；二甲苯透明也是如此。而甲状腺、肝、腺瘤、小动物等组织发脆，其实和其自身的质地相关，是组织质地的正常表现，是蜡块过冰引起（这和冰冻切片时此类组织冷冻温度过低组织发脆的原理是一样的），和脱水、透明时间长没有任何关系。

还有一种是组织的假脆现象，是组织固定不充分的情况下，脱水轻度不足、乙醇处理时间太短或者浓度安排不合理，特别是低浓度乙醇脱水时间太短，乙醇没有充分渗透到组织中去，后面高浓度乙醇使蛋白质凝固，没有把水分全部置换出来，还留有少量的水分在组织中，蜡进入组织不彻底，没有完全起到支撑作用，导致切片时发脆。当组织较小或较薄时，残留少量水分，浸蜡时组织在蜡缸内高温烘烤，蜡内二甲苯将组织内水分析出，组织干燥变得很硬。

在日常工作中，如果使用包埋盒脱水，大小标本不分开脱水，关系也不大。在以往的脱水中，由于胃镜等小标本是用纸包的，大标本的组织都压在纸包上，纸包与纸包也粘在一起，导致纸包内的组织脱水不充分，切片时很硬、很脆，所以大家都认为这是由于组织脱水过度引起的，因此把大小标本分开处理。小标本分开后，处理的空间大了，试剂多了，纸包与纸包间不会紧密地粘在一起，所以脱水就比较容易，脱水的时间也可以短一点，而这与大小标本分开后脱水时间的变化并没有多大关系。

各种原因导致的固定不佳以及标本量过多、试剂量太少，都会引起组织脱水不佳，导致组织假脆或发硬。

细胞丰富、蜡块太冰是组织发脆的主要原因。放在冰水里1～2 分钟或者不冰是解决此类组织最好的切片方法。对于冰过的蜡块，可以边切边用嘴向蜡片吹气；或者用5%～10%稀氨水在蜡块切面上涂一下再切；也可用手蘸一下热水，摸一下切面再切，这样切都可能会增加切片的厚度，注意调低切片机的刻度。

因此，在日常工作中，我们要找到发生问题的真正原因，重新调整组织处理程序，正确处理好固定、脱水液浓度与时间的关系，找到不同组织与蜡块冷冻程度的关系，改变我们的蜡块冷冻习惯，才能彻底解决组织发脆现象。

【来自公众号 中华病理技术网】

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